Müeller Hinton Agar What Is, Foundation, przygotowanie, używa

On Müeller Hinton Agar Jest to solidne, nieselektywne pożywkę odżywczą, która składa się z wlewu mięsa, kwasem peptonu kazeiny, skrobi, uchwytu i wody destylowanej. To medium umożliwia doskonały rozwój drobnoustrojów najszybszego wzrostu bakterii.

Został pierwotnie stworzony przez Johna Howarda Müellera i Jane Hinton, aby odizolować wymagające bakterie z odżywczego punktu widzenia, takie jak Neisseria gonorrhoeae I Neisseria meningitidis. Jednak ze względu na swoje cechy okazało się idealne do badania podatności na antybiotyki, zapewniając niezawodne i powtarzalne wyniki.

Dlatego Müeller Hinton Agar jest pożywką hodowlaną zaakceptowaną przez Instytut Standardów Klinicznych i Laboratoryjnych (CLSI) oraz Europejski Komitet ds. Testowania podatności na przeciwdrobnoustrojowe, do wykonania testu podatności na środki przeciwdrobnoustrojowe metodą rozprzestrzeniania się Kirby i Bauer.

Podstawa

Ponieważ jest to nieselektywne podłoże odżywcze, doskonale nadaje się do wzrostu większości patogennych bakterii.

Z drugiej strony, jego prosty skład powoduje łatwe rozprzestrzenianie się substancji, będąc istotną cechą testu podatności metodą rozpowszechniania dysku.

Inną z jego cech jest to, że zawiera niską liczbę inhibitorów, co pozwala sulfonamidowi, trimetoprimowi i tetracyklinom.

Należy jednak pamiętać, że medium musi spełniać określone warunki, aby zagwarantować jego właściwe funkcjonowanie, w tym:

Dopasowanie pH, głębokość agaru i właściwe stężenie Timiny, Timidina, CA⁺⁺, Mg⁺⁺ i Zn⁺⁺.

Musisz także wiedzieć, że metodologia jest znormalizowana, a zatem wszystkie parametry, takie jak:

Stężenie inokulum, stężenie i zachowanie dysków antybiotykowych, umieszczenie odpowiedniej liczby dysków na agaru, odległość między jednym krążkiem a drugim, strategiczne umieszczenie niektórych antybiotyków, atmosfera, temperatura i czas czas inkubacji.

Przygotowanie

Ważę 37 GR średniego Müellera Hinton odwodnionych i rozpuszczonych w 1 litorze wody destylowanej. Rozgrzej środowisko podczas mieszania, aby pomóc w rozwiązaniu. Gotować przez 1 minutę.

Przywróć do autoklawu, aby sterylizować w 121 ° C przez 15 minut. Po wyjściu z autoklawu Fixola musi być umieszczona w łazience od Marii do 50 ° C, aby ostygnąć. Wlać 25 do 30 ml do sterylnych płyt o średnicy 10 cm.

Płyty należy pozostawić ze średnią grubością 4 mm (idealną), a zasięg 3-5 mm jest dozwolony.

Jeśli chcesz przygotować krew za pomocą Müellera Hintona, 5% sterylnej krwi jagnięce wylewa się jako podstawę.

Może ci służyć: gliceraldehyd 3-fosforan (G3P): struktura, funkcje

Ostateczne pH medium musi wynosić od 7,2 do 7,4.

Zainwestuj i oszczędzaj w lodówce, aż do użycia. Niech płyta weźmie temperaturę otoczenia przed użyciem.

Kolor przygotowanego medium to lekki beż.

Aplikacje

Służy do wykonania antybiogramu lub testu podatności na antybiotyki na najszybciej patogeny wzrostu.

Jeśli agar jest uzupełniany krwią, służy do wykonania antybiogramu wymagających mikroorganizmów, takich jak: Streptococcus pneumoniae, Haemophilus SP, Neisseria meningitidis, pośród innych. Został również użyty do izolacji Legionel Pneumophila.

Technika antybiogramu

Przed wykonaniem antybiogramu należy przygotować roztwór bakteryjny równoważny 1,5 x 10⁸ Komórki.

Aby to zrobić, od 3 do 4 kolonii czystej uprawy są pobierane i zawieszane w tryptyk sojowym lub w bulionie Hinton Müellera, inkubuje przez 2 do 6 godzin, a stężenie za pomocą sterylnego roztworu soli fizjologicznej jest dostosowywane, porównując go z wzorem Mac Farland 0,5%.

Jeśli żądają mikroorganizmów, kolonie można zawiesić bezpośrednio do 0,5% stężenia MAC Farland. Następnie płytka Hinton Müellera jest wysiewana wymazem impregnowanym przygotowanym roztworem bakteryjnym.

Aby to zrobić, wymaz jest zanurzony w roztworze, a następnie nadmiar płynu jest usuwany przez ciśnienie na ścianach rurki. Natychmiast po przejściu wymazu przez całą powierzchnię, bez odchodzenia bez dotykania, a następnie płyta jest lekko obracana i sia ponownie. Operacja jest powtarzana 2 razy więcej.

Odstaw na 10 minut, a następnie umieść dyski antybiotykowe za pomocą sterylnego zacisku, pozostawiając przestrzeń 24 mm między jednym a drugim. Po umieszczeniu każdego albumu na agar.

Po procesie inwestuje płytkę, a 35-37 ° C inkubuje się w aerobiozie przez 16 do 18 godzin. Jeśli jest to wymagający mikroorganizm, może zasługiwać na mikroaerofilia, a jeśli antybiogram zawiera krążki oksyliny, należy go odczytać po 24 godzinach.

Do pomiaru średnicy każdej halo stosuje się regułę. Wyniki muszą być zarejestrowane w MM. Następnie skorelowane są wartości uzyskane w tabelach punktów cięcia opublikowanych przez bieżącą instrukcję CLSI.

Raport jako wrażliwy (y), pośredni (i) lub odporny (r), jak może być sprawa.

Antybiotyki są wybierane zgodnie z izolowanym mikroorganizmem i rodzajem wytwarzającej infekcji.

Może ci służyć: poziomy organizacji żywych istot

Czasami należy pamiętać o strategicznym umieszczeniu antybiotyków, aby pokazać fenotypowe wzorce oporności.

Strategiczne umieszczenie dysków na Müeller Hinton Agar

W przypadku enterobakterii dysk kwasu klawulanowego musi być umieszczony przed cefalosporynami trzeciej i czwartej generacji. Rozszerzenie w kształcie jaja wskazuje, że odkształcenie jest producentem rozszerzonego widma beta -laktamazy (blee). Oznacza to, że pacjenta nie należy leczyć żadną cefalosporyną.

W Staphylococcus jest to ważne.

Halo odporne na erytromycynę i płaskość halo klindamycyny wskazuje, że szczep ma indukowalną odporność na klindamycynę, szczep (RIC). Oznacza to, że leczenie klindamycyny nie będzie skuteczne.

W celu wyszukiwania szczepów wzmacniaczy indukowalnych w Enterobacteria i niektórych nieferujących gramowych bachilli, ceftazydymu, cefoksytyny lub piperacylinowej dysku.

Halo zrumienione na jednym z płyt skierowanych na imipenem wskazuje na obecność indukowalnego wzmacniacza C.

W celu poszukiwania konstytutywnego wzmacniacza C, 500 µg kanalizacji z dyskami kloksacyliny. Szerokość uzdrawiania jednej z cefalosporyny wskazuje na pozytywność.

Możesz także zastąpić płytę kloksacyliny 9 mm bibuły filtracyjnej Whatman nr 6 zarzucone kwasem borowym (400 µg) z odległością 18 mm. Jest interpretowany równy poprzednim.

Wreszcie, aby zbadać produkcję metalobetalaktamazy, szczególnie w Pseudomonas aeruginosa, Zastosowano dysk impregnowany 10 µl kwasu etylendiaminteraoctowego (EDTA 750 µg) i kwasu tioglikolowego (SMA 300 µg), które są skierowane na dyski imipenem i meropenem, w odległości 15 mm.

Test jest pozytywny, jeśli rozszerza się imipenem lub meropenem halos w kierunku albumu EDTA/SMA. Ten wynik musi zostać potwierdzony zmodyfikowanym testem Hodge.

Ta metoda polega na zaszczepieniu szczepu Escherichia coli ATCC 25922 na płycie Müellera Hinton. Płyta imipenem w środku płyty jest umieszczana, a następnie stro dysku jest wytwarzane na obrzeże z odkształceniem P. aeruginosa podejrzany. Możesz wypróbować do 4 szczepów na talerz.

Test będzie pozytywny, jeśli istnieje strefa zniekształceń halo imipenem wokół Stro.

Może ci służyć: neolamarckimmo: tło i cechy charakterystyczne

Przyczyny błędnych wyników

-Źle zachowane dyski antybiotykowe mogą powodować fałszywy oporność. Na przykład dysk oksylinowy jest bardzo podatny na zmiany temperatury.

-PH pożywki poniżej wskazanego (kwasu) wytwarza mniejsze halo w aminoglikozydach i makrolidach (ryzyko fałszywej oporności) oraz większe halo w penicylinie, tetracykliny i nowobiocnie (ryzyko fałszywej wrażliwości).

-Jeśli pH jest powyżej wskazanego (alkalicznego), zainwestowane są efekty opisane powyżej.

-Media z wysokimi stężeniami tymenu i tymidyny wpływają znacząco na zmniejszenie hamowania sulfonamidu i trimetoprim.

-Wysokie stężenia wapnia i magnezu wytwarzają fałszywą oporność aminoglikozydów, polimixiny B i tetracykliny przed szczepami Pseudomonas aeruginosa.

-Niskie stężenia wapnia i magnezu wytwarzają fałszywą wrażliwość aminoglikozydów, polixin B i tetracykliny przed szczepami Pseudomonas aeruginosa.

-Obecność cynku wpływa na wyniki dysków karbapenemów (imipenem, meropenem i ertapenem).

-Grubość pożywki poniżej 3 mm daje wyniki fałszywej wrażliwości, podczas gdy grubość powyżej 5 spowoduje fałszywy opór.

-Mobilizacja dysków w antybiogramie da zdeformowane aureole, ponieważ wyładowanie antybiotyków jest natychmiastowe.

- Bardzo słabe inauba wpływają na wyniki, ponieważ w agarie nie będzie jednolitego ani zbieżnego wzrostu, niezbędny stan do pomiaru halo, oprócz halo może dać większe niż normalne.

-INOCULO zbyt załadowane mogą dać mniejsze niż normalne hals.

-Nie szanuj odległości między dyskami, powoduje, że jeden halo nakłada się na drugą i nie można go poprawnie odczytać.

-Inkubuj z co₂ Zwiększa aureole tetracykliny i dysków mecycylinowych.

-Inkubuj w temperaturach poniżej 35 ° C.

-Agregat krwi zmniejsza wielkość halo sulfamidu.

Ograniczenie

Czułość antybiotyku wykazana w antybiogramie przeciwko mikroorganizmowi (In vitro) Nie jest to gwarancja, że ​​będzie działać In vivo.

QA

Aby wiedzieć, czy medium zawiera odpowiednią ilość Timiny, należy wysiewać szczep Enterococcus faecalis ATCC 29212 i udowodnić podatność na trimetoprim sulfametoksazol (SXT), musi dać równe halo lub> 20 mm, aby być zadowalającym.

Bibliografia

1. Cona e. Warunki dobrego badania podatności za pomocą testu rozpowszechniania. Rev Chil Infect, 2002; 19 (2): 77-81
2. Britania Laboratories. Müeller Hinton Agar. Dostępne na: Britanialab.com